树突状细胞与移植免疫耐受

树突状细胞与移植免疫耐受【摘要】树突状细胞（dendriticcells，DC）在机体外周与中枢免疫耐受维持中发挥重要作用，其以多种机制参与自身免疫耐受的形成，且具有极强可塑性，因此近年来成为移植免疫耐受领域的研究热点。关键词：树突状细胞;移植免疫;移植耐受自1973年steinman首次报道树突状细胞以来，树突状细胞的研究一直受到免疫学界的关注。由于树突状细胞在组织中的含量极微，细胞来源的困难限制了对树突状细胞的生物学特性等方面的研究。1992年steiman实验室首次建立了用重组粒细胞-巨噬细胞集落刺激因子（GM-CSF)从小鼠的骨髓中大规模培养制备树突状细胞的方法。此后很快成功的用GM-CSF加TNF-a从CD34+造血干细胞中扩增到大量的树突状细胞，使树突状细胞的研究获得突飞猛进的进展，成为当今免疫学及相关学科的一大热点。1.树突状细胞（dendriticcell,DC）树突状细胞是steinman和cohn于1973年首先报道的，因其成熟时有树突样或伪足样突起而得名。它源于造血干细胞，广泛分布淋巴组织和非淋巴组织，是机体内功能最强的抗原呈递细胞。DC与其他抗原呈递细胞相比其最大的特点是能显著刺激初始型T细胞增殖。而其他抗原呈递细胞仅能刺激已活化的或记忆性T细胞，因此DC是机体免疫反应的始动者，在免疫反应应答中具有独特的地位。目前认为具有典型的树突状形态，膜表面高表达MHC-Ⅱ类分子，能移行至淋巴器官和刺激初始型T细胞增殖活化，并且具有一些相对特异的表面标志的一类细胞方能称之为DC。所以要鉴定是否是DC往往通过形态学，组合型表面标志和刺激初始型T细胞增殖能力3个方面加以综合判断。2.DC与免疫耐受2.1DC活化T细胞及诱导耐受的基本过程T细胞应答是机体对抗原产生免疫反应或耐受的关键环节，而DC是唯一能活化初始型T细胞的抗原呈递细胞，因DC在诱导T细胞活化或耐受的过程中发挥了十分重要的作用。在外周组织作为一种专职性APC，未成熟DC拥有较强的抗原摄取能力和很弱的免疫刺激功能:能摄取自体或异体抗原，加工处理为抗原多肽并装配至MHC-Ⅱ类分子和MHC-Ⅰ类分子形成复合物，并表达于细胞表面；与此相伴的是DC在多种因素包括抗原异物，炎性因子及一些自体分子的作用下发生一系列功能改变，成为成熟DC，其抗原摄取能力下降而免疫刺激功能增强。要活化T细胞，DC还需要从外周组织迁移至二级淋巴器官。参与DC迁移的有多种分子。包括趋化因子，黏附分子，以及DC表达的这些分子的受体等。在此过程中，DC表现两方面明显的特征:一是在遇到病原微生物即通常所指的危险信号时，其摄取、加工和处理抗原的能力较正常情况下明显增强，成为功能十分强大而且是唯一能活化幼稚T细胞的APC；二是不同的DC亚群以及处于不同成熟阶段的DC所表达特征性表面分子或分泌的不同的细胞因子决定了机体发生免疫反应的类型，包括诱导免疫激活或免疫耐受。2.2不同DC亚群在T细胞相关的免疫激活和免疫耐受中的作用DC是一个异质性的细胞群体，由多个具有不同功能细胞亚群组成，目前尚无统一的分类方法，而且对此争论较多。steinman将小鼠DC细胞分成淋巴系DC与髓系DC两大类，以往认为它们分别由不同的前体细胞分化发育而来，但是最进发现这两类细胞的前体均能分化发育产生这两类细胞。而且，有学者还发现，脾脏CD8α+DC和CD8α-DC在体外或者静脉注射到体内后。刺激CD8α+NaiveT细胞的能力并未表现出明显的差异。但他们呈递抗原的方式不同，CD8α+CD11b-DC能有效的依赖MHC-1类途径呈递抗原，而CD8α-CD11b+DC则主要通过MHC-2类途径呈递。他们之间之所以存在差距，可能是因为他们处理抗原的方式不同，也可能是他们摄取的抗原不一样。抗原致敏的CD8α+DC皮下注射至体内后主要诱导Th1反应，CD8α-DC则主要诱导Th2反应，CD8α+DC和CD8α-DC之所以引起不同的T细胞反应，和它们分泌的不同的细胞因子有关，一个重要的细胞因子是IL12CD8α+DC分泌的IL-12明显较CD8-α多。但最近有学者对于CD8α+DC和CD8α-DC诱导不同的T细胞反应提出了不同的看法，甚至有学者对CD8α-DC剔除体内CD4+T细胞，但是它们并不能有效迁移至引流淋巴结。除以往研究的单核细胞来源的DC以及CD34+干细胞来源的DC，最近也有学者发现了一些新的人DC，如Grouard等在人扁桃体T细胞区一种超微结构与浆细胞类似DC，其表型特征是CD4+CD11c-，该细胞对GM-CSF不产生反应，却能受IL-3的刺激增殖分化。此外，Liu等提出的DC1和DC2的概念也进一步得到发展和确认，目前在胸腺、外周血等均发现了DC2的存在，而且这些细胞很可能是淋巴系来源的。2.3DC的成熟状态对T细胞相关的免疫激活和免疫耐受的影响DC的成熟状态与其诱导的免疫反应的程度和类型有密切关系。成熟DC主要诱导免疫激活，因为其表达多种共刺激分子和黏附分子包括CD86(B7-1)和CD80(B7-2)等,B7-1和B7-2均能与配体CD28及CTLA-4结合而发挥共刺激作用。目前发现的B7家族分子有多种，最近有学者发现了一种T细胞表达的，能与B7家族分子PD-L1/B-7H1结合的抑制性受体PD-1，该分子与PD-L1/B-7H1结合后的共刺激作用会诱导细胞产生INF-γ及IL-10，也有学者发现其共刺激作用抑制了T细胞的增殖及细胞因子的分泌。DC还表达一种能与PD-1结合的B7家族共刺激分子B7-DC，其共刺激作用不仅能诱导T细胞增殖，还能使其分泌IL-2和IL-4。近年来，一种活化T细胞的共刺激分子4-1BB引起了广泛的关注，该分子能与DC表面的配体4-1BBL的结合而明显增强CD8+T细胞的活化。未成熟DC诱导免疫激活的能力很弱。很多学者推测，未成熟DC很可能在免疫耐受的产生中发挥了重要作用。但目前无直接证据支持这一理论。有学者据此提出了应用未成熟DC诱导免疫耐受治疗免疫相关性疾病，如抑制排斥，自身免疫性疾病的设想。有学者根据DC的成熟需要细胞因子TNF-α而TNF-α可溶性受体有能阻断TNF-α的特点，通过携带的TNF-α可溶性受体基因的腺病毒载体，将该基因转移至骨髓来源的小鼠DC，结果发现基因修饰可明显抑制LPS刺激对DC表型及IL-12分泌的上调作用。该DC与同种T细胞的混合淋巴细胞反应明显减弱，并可诱导同种特异性T细胞的低反应性。将基因修饰的DC免疫受者后，移植的同系肿瘤的生长较非成熟DC等免疫的受者明显加快。这表明未成熟DC如能维持其未成熟状态，确能诱导机体产生免疫耐受。目前也有研究表明，在一些趋化因子的作用下，某些未成熟DC很可能也迁移到淋巴结。因而有人提出另一种观点：DC的不同成熟状态有着不同的功能。DC的不同成熟状态不仅决定,细胞的激活程度，而且决定T细胞的反应类型。存在于非淋巴组织中如肝、肾、皮肤、血液等中的DC是一群不成熟DC，具有极强的摄取、处理和一定的呈递抗原能力。但由于缺乏B7等共刺激分子，不能活化T细胞，反而使T细胞功能失活，诱导T细胞耐受，因而被认为是“耐受性DC”。“耐受性DC”可能通过如下机制诱导耐受：(1)诱导T细胞无能。(2)DC分泌细胞因子的模式与免疫耐受。(3)DC介导T细胞的克隆清除。(4)DC与调节性T细胞。(5)DC与免疫偏离。3.耐受性DC的获得方法低剂量GM-CSF培养骨髓GM-CSF是髓系DC增殖的关键细胞因子，它的浓度影响DC的成熟。采用底剂量的GM-CSF培养小鼠的骨髓可获得细胞表面缺乏共刺激分子的不成熟DC。这种未成熟DC不能有效的刺激幼稚T细胞，并可诱导同种异体抗原特异性T细胞的低反应。LutzMB等单独用GM-CSF扩增小鼠骨髓DC得到未成熟DC，可明显延长移植心脏的存活时间，平均存活从8d延长至100d。TGF-β是一种抗炎细胞因子，在体外可抑制DC的成熟。用GM-CSF和TGF-β联合培养获得耐受性DC，不能有效激活异体静息T细胞。移植前应用这种耐受性DC可明显延长MHC完全不匹配的同种异体心脏移植的存活。以寡聚脱氧核糖(ODN)伪装物，特异性地干预NF-κB转录途径，是诱导器官移植免疫耐受的有效途径。DC诱导移植免疫耐受抑制或激活免疫排斥反应，与其表面共刺激分子的表达密切相关，而这些基因均依赖于NF-κB介导的转录途径，ODN具有与NF-κB结合位点。骨髓DC极易与之结合，可特异性抑制已读基因NF-κB依赖的转录活动。该研究提供了特异性干扰DCNK-κB转录途径诱导移植免疫耐受的新方案。在经典诱导方案（GM-CSF+IL-4)的基础上，在培养的第5天加入IL-10抑制大鼠骨髓来源的DC的成熟，可以获得表面共刺激分子缺乏的未成熟。在培养DC时加入MMF，可以得到表型和功能十分稳定的DC。这种DC表面共刺激分子表达量更低，分泌的IL-12更少，向T细胞呈递抗原的能力大大弱化，刺激T淋巴细胞的能力受到抑制，因此更有利于阻止Th1型免疫应答和产生同种抗原特异性T淋巴细胞无能。DC是表达抑制T细胞和诱导T细胞凋亡的关键分子，或抑制DC功能的某些细胞因子（如IL-10等），转染编码这些分子的基因都可能使DC具有耐受性，从而应用与器官移植或自身免疫性疫病的治疗。DC基因修饰可依赖其强大的吞噬能力，由质粒载体转染，或采用逆转录病毒或腺病毒为载体导入目的基因。结语正是由于DC有诱导免疫耐受的能力，使DC具有很大的临床应用潜能，相信随着DC及其诱导耐受机制研究的深入，必将为DC在器官移植免疫耐受的临床应用提供更坚实的基础。参考文献1.RobinsonSP,PattersonS,EnglishN,etal.Humanperipheralbloodcontainstwodistinctlineagesofdendriticcells.EurJImmuno,l1999;29:2769-27782.GillietM,LiuYJ.GenerationofhumanCD8TregulatorycellsbyCD40ligand-activatedplasmacytoiddendriticcells.JExpMed,2002;195:695-7043.LechlerR,NgWF,SteinmanRM.Dendriticcellsintransplantation-friendorfoe?Immunity,2001;14:357-3684MinWP,ZhouD,IchimTE,etal.InhibitoryfeedbackloopbetweentolerogenicdendriticcellsandregulatoryTcellsintransplanttolerance.JImmuno,l2003;170:1304-13125KuwanaM,KaburakiJ,WrightTM,etal.InductionofantigenspecifichumanCD4+TcellangerybyperipheralbloodDC2precursors.EurJImmuno,l2001;31:2547-25576.IlligensBM,YamadaA,Fedoseyeva,EV,etal.Therelativecontributionofdirectandindirectantigenrecognitionpathwaystothealloresponseandgraftrejectiondependsuponthenatureofthetransplan.tHumImmuno,l2002;63:912-9257.ChangCC,CiubotariuR,ManavalanJS,etal.TolerizationofdendriticcellsbyT(s)cells:thecrucialroleofinhibitoryreceptorsILT3andILT4.NatImmuno,l2002;3:237-2438ArpinatiM,GreenGL,HeimfeldS,etal.Gr