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RT-PCR常见问题与分析点击:作者:来源:日期:2007-10-25本站论坛在琼脂糖凝胶分析中看到少量或没有RT-PCR产物?参考见解:1、RNA被降解:在用来验证完整性之前先在变性胶上分析RNA;使用良好的无污染技术分离RNA;在将组织从动物体取出后立刻处理;在100%甲酰胺中储存RNA如果使用胎盘RNase抑制剂,不要加热超过45℃或pH超过8.0,否则抑制剂或释放所有结合的RNase。而且,在≥0.8mMDTT时加入RNase抑制剂,一定要存在DTT;2、RNA中包含逆转录抑制剂:过乙醇沉淀RNA除去抑制剂。用70%(v/v)乙醇对RNA沉淀进行清洗。可以加入糖元(0.25μg到0.4μg/μl)以帮助小量样品RNA的恢复;逆转录抑制剂包括:SDS,EDTA,甘油,焦磷酸钠,亚精胺,甲酰胺和胍盐;将对照RNA同样品混合,同对照RNA反应比较产量以检验抑制剂;3、多糖同RNA共沉淀:使用氯化锂沉淀RNA以除去多糖;4、用于合成cDNA第一链合成的引物没有很好退火:确定退火温度适合您的引物。对于随机六聚体,建议在反应温度保温之前先在25℃保温10分钟;对于基因特异性引物(GSP),可以试一下其他GSP,或换用oligo(dT)或随机六聚体确定GSP是反义序列;5、起始RNA量不够:增加RNA量;对于<50ng的RNA样品,可以在第一链cDNA合成中使用0.1μg到0.5μg乙酰BSA;6、RNA模板二级结构太多:将RNA和引物在不含盐及缓冲液条件下变性/退火;提高逆转录反应温度,对SuperScriptⅡ可以到50℃,对ThermoScript可以到65℃。注意:不要在>60℃时使用oligo(dT)引物,选择一个在反应温度可以退火的GSP;对于>1kb的RT-PCR产物,保持反应温度≤65℃。注意:不要在高于37℃时使用M-MLV;如果不需要全长cDNA,在第一链反应中使用随机引物;7、引物或模板对残余的RNA模板敏感:在PCR前用RNaseH处理。8、靶序列在分析的组织中不表达:尝试其他靶序列或组织。9、PCR没有起作用:对两步法RT-PCR,不要在PCR步骤中使用超过1/5的逆转录反应产物;10、PCR引物设计较差:避免在引物3'端含有互补序列。避免可以形成内部发卡结构的序列。设计Tm类似的引物。最佳引物浓度介于0.1μM到0.5μM之间。为了精确确定引物浓度,在260nm测量光密度,然后使用光吸收值和消光系数计算浓度。11、富含GC的模板:于GC含量>50%的模板,使用PCRxEnhancerSolution。12、镁离子浓度太低:从1mM到3mM,间隔0.5mM进行一系列反应,确定对于每个模板和引物对的最佳镁离子浓度。注意:对实时定量PCR,使用3mM到5mM的镁离子浓度。13、退火温度太高:使用表4的公式估算Tm,把退火温度设定为低于Tm5℃。因为这些公式只是估算Tm值,所有真正的退火温度实际会高些或低些。在琼脂糖凝胶分析中观察到非预期条带?参考见解:1、引物和模板非特异性退火:在第一链合成中使用GSP,而不是随机引物或oligo(dT)。试用允许高温cDNA合成的GSP。2、GSP设计较差:遵循用于扩增引物设计的同样原则。3、RNA中沾染了基因组DNA:使用扩增级DNaseⅠ处理RNA。使用没有逆转录的对照反应检测DNA污染。4、形成引物二聚体:设计在3'端没有互补序列的引物。5、引物和模板非特异性退火:以2℃到5℃间隔增加退火温度,减少退火时间;在开始几个循环使用较高的退火温度,然后使用较低的退火温度;使用PlatinumTaqDNA进行自动热启动PCR;避免在引物3'端含有2到3个dG或dC;6、镁离子浓度太高:对于每一个模板和引物组合优化镁离子浓度。7、因为扩增复杂模板导致引物错误起始:使用巢式PCR或递减PCR。8、沾染外源DNA:使用抗气雾剂的吸头和UDG。9、因为二级结构导致引物结合位点无法接近:对于GC含量>50%的模板,使用(1×-3×)PCRxEnhancerSolution。定量RT-PCR无扩增产量相对荧光信号小于等于背景或没有模板对照?参考见解:1、无cDNA合成。2、cDNA合成温度太高:降低保温温度。3、反转录cDNA产物被二级结构封闭:提高保温温度。重新设计引物。4、RNA被损害或降解:必要的话更换RNA。5、RNAse污染:维持无菌条件;加入RNase抑制剂。6、荧光探针无功能:确保探针设计的有效性和fluorophore和quencher的存在。用DNase处理TaqMan探针,校验荧光是否增强。必要的话设计和合成探针。灵敏度低,须在比预期更高的循环中检出产物?参考见解:1、初始模板RNA不充分:增加模板RNA的浓度;使用10ng-1?g的总RNA。2、RNA被损害和降解:必要的话更换RNA。3、RNAse污染:维持无菌条件;加入RNase抑制剂。4、无效的cDNA:通过增加70%乙醇清洗的次数来去除制备RNA过程中的抑制剂。5、无效的PCR扩增:注意:反转录的抑制剂包括SDS、EDTA、胍盐、甲酰胺、磷酸钠和亚精胺。调整cDNA合成温度或引物设计。信号高于预期,在低于预期的循环中即可检出产物?参考见解:1、反应中加的样品太多:降低模板的浓度。2、模板或PCR残余污染:隔离污染来源,更换试剂,使用专用的精致移液器。在无DNA区域准备反应,使用抗气溶胶的吸头。是否RNA不用反转录,而直接PCR克隆出新基因?参考见解:PCR的底物是DNA,一定要反转录才行的。可以将rt和pcr连续进行,主要是在同一个反映管加入taq和rt酶,逆转录完成后用高温(94c)将rt酶灭活,然后再进行pcr.但是直接进行pcr是不可以的,其实rt酶也有一定的dna聚合活性,只是比较低而已。做大鼠PEDF的rt-PCR,Pubmed上genebank中关于此物质的核酸序列太多,请问应怎样选择?有何选择原则?参考建议:建议将它们翻译成蛋白后进行比对,寻找保守序列,由此设计引物。或者查阅一下文献,看看该蛋白的保守domain,设计引物。其实登陆到genebank中的该基因序列应该是一致的,你找几个比较一下可以发现。但其前后还有些其它序列(如调控序列),每个人登陆上去的那些序列可能不尽一致,你可以不管。不过不是所有genebank中的基因序列都百分之百的正确!一般情况下序列号是NM、AC或BC的比较可信,其中NM的可信度最好,据说该种序列是经过校正的。怎样检测RT-PCR模板是否降解?电泳还是分光光度计?能看出来吗?模板的浓度不是很低吗?参考见解:RT-PCR的模板,如果是一步法,那模板是RNA,检测模板质量的方法就是检测RNA质量的方法,主要的就是电泳看28S18S和5S的亮度比;以及通过测OD260/280的比值来判断。如果用的是两步法,那模板就是cDNA一链,因为cDNA一链本身是smear,检测其质量只能通过电泳看smear的范围大小大概估计cDNA的质量。RT-PCR与Realtime有什么区别?参考见解:RT-PCR是逆转录PCR,但单独提及时,Real-timePCR也可简称为RT-PCR,如果其中包含逆转录步骤,就称为RTReal-timePCR。为什么dNTp在反复冻融的情况下容易失效,其中的分子机理是怎样的;还有没有其它容易导致dntp失效的原因?参考见解:脱氧核苷三磷酸(dATP、dCTP、dGTP和dTTP),dNDP+ATP=dNTP+DP,这里的ATP和dNTP都是高能磷酸化合物,反复的冻溶,肯定会导致结构的不稳定。有资料表明,三磷酸核苷贮存在含镁离子的溶液中会促使三磷酸降解,既如果和有Mgcl2的污染,会加快dNTP的失活。dNTP的质量与浓度和PCR扩增效率有密切关系,dNTP粉呈颗粒状,如保存不当易变性失去生物学活性。dNTP溶液呈酸性,使用时应配成高浓度后,以1MNaOH或1MTris。HCL的缓冲液将其PH调节到7.0~7.5,小量分装,-20℃冰冻保存。多次冻融会使dNTP降解。在PCR反应中,dNTP应为50~200umol/L,尤其是注意4种dNTP的浓度要相等(等摩尔配制),如其中任何一种浓度不同于其它几种时(偏高或偏低),就会引起错配。浓度过低又会降低PCR产物的产量。dNTP能与Mg2+结合,使游离的Mg2+浓度降低。RNA中包含逆转录抑制剂怎么去除?参考见解:通过乙醇沉淀RNA除去抑制剂。用70%(v/v)乙醇对RNA沉淀进行清洗。可以加入糖元(0.25μg到0.4μg/μl)以帮助小量样品RNA的恢复。逆转录抑制剂包括:SDS,EDTA,甘油,焦磷酸钠,亚精胺,甲酰胺和胍盐。将对照RNA同样品混合,同对照RNA反应比较产量以检验抑制剂。多糖同RNA共沉淀,怎么处理才能除去多糖?参考见解:使用氯化锂沉淀RNA以除去多糖。用于合成cDNA第一链合成的引物没有很好退火?参考见解:确定退火温度适合您的引物。对于随机六聚体,建议在反应温度保温之前先在25℃保温10分钟。对于基因特异性引物(GSP),可以试一下其他GSP,或换用oligo(dT)或随机六聚体确定GSP是反义序列。起始RNA量不够,为保证试验有什么处理方法?参考见解:增加RNA量。对于<50ng的RNA样品,可以在第一链cDNA合成中使用0.1μg到0.5μg乙酰BSA。RNA模板二级结构太多?参考见解:1将RNA和引物在不含盐及缓冲液条件下变性/退火。2提高逆转录反应温度,对SuperScriptⅡ可以到50℃,对ThermoScript可以到65℃。注意:不要在>60℃时使用oligo(dT)引物,选择一个在反应温度可以退火的GSP。3对于>1kb的RT-PCR产物,保持反应温度≤65℃。注意:不要在高于37℃时使用M-MLV。如果不需要全长cDNA,在第一链反应中使用随机引物。引物或模板对残余的RNA模板敏感?参考见解:在PCR前用RNaseH处理。电泳后出现意外的条带RNA?参考见解:1被基因组DNA污染:用DNaseI预处理RNA.2用于第一链合成的寡聚dT或随机引物使用基因特异性引物.3PCR的低特异性优化PCR条件.RT和PCR时的引物设计是不是一定要先知道目的基因的序列?参考见解:必须;在RT时,引物设计有3种方法即a:Random9mers;b:OligodT-AdaptorPrimer;和c:特异的下游引物。如果用a和b方法,是扩增的所有的cDNA(理论上),还要用此产物做PCR的模板继续扩增。用于反转录的引物可视实验的具体情况选择随机引物、OligodT及基因特异性引物中的一种。对于短的不具有发卡结构的真核细胞mRNA,三种都可。曾经作过同一管的PCR,内有actin和目的基因引物。虽然可见到两条均一条带但图片质量不理想(而且酶量、Mg2+加倍)。如何处理同一管的PCR的各成分的浓度?参考见解:在同一管中做RT,其实没有什么问题,不需要taq魅加量,taq酶本来就是过量的,(平时做pcr的时候,完全可以再省一些taq酶的,Mg就更不能变了,一变整个体系就变了。能看到均一条带就很好了。关键是摸,摸上3、5摸总是必要的,首先遥分开摸,然后再一起摸,直到摸的好了,还要考虑比较的不同的模板中的量,所以不建议在同一管中进行,因为还有互相竞争抑制的问题,即使不同基因之间。内参可不可以不作?参考见解:一定要做内参的,每一次不作内参的结果是不可信的。电泳可以不一起跑,没有关系,计算的是相对表达程度。半定量和定量RT-PCR做的都是基因相对表达量,不是绝对表达量,除非能准确来自多少细胞,但是细胞还有死的呢。以电泳为基础的半定量RT-PCR本身是不可信的,作为实验的粗筛是可以的,但不能作为最终结果的。半定量RT-PCR应该再两管中进行,除非内参基因和目的基因表达相同,长度差不多,GC含量相似。有的protocal上要加DTT,作用是什么?参考见解:DTT是还原剂,可延缓蛋白质的氧化,尤其保护酶中的不饱和二硫键,从而防止延缓酶的失活。一般来讲,酶的缓冲液中都或多或少地含有DTT。

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