搜索
基因编辑技术的研究进展摘要：基因组编辑是建立在基因靶向修饰的基础上，对生物基因组进行改造的一项新技术。通过利用人工核酸酶ZFn、TALEN和细菌获得性免疫系统CRISPR，可在靶位点制造DNA双链切口进而诱导细胞内源性修复机制，通过同源重组修复或非同源末端连接途径实现基因敲除、替换和纠正。对目前3个主要的基因编辑技术的应用和发展作一综述。关键词：基因编辑；锌指核酸酶；TALEN；CRISPR/Cas9Abstract:GenomeEditingisbuiltonthebasisofgene-targetedmodificationofthegenomeofanewbio-technologytransformation.ThroughtheuseofartificialnucleasesZFn,TALENandacquiredimmunesystemsbacterialCRISPR,canbemanufacturedatthetargetpointandtheninducedDNAdouble-strandincisionendogenousrepairmechanismswithinthecell,connectedwaytoachievegeneknockoutbyhomologousrecombinationandnon-homologousendrepairInaddition,thereplacementandcorrection.Applicationanddevelopmentofthecurrentthreemajorgeneeditingtechniquesarereviewed.Keywords:GeneEditing;Zincfingernuclease;TALEN;CRISPR/Cas9.引言：21世纪以来，科学家一直在寻求更加精确的方法对特定的基因进行敲除或者靶向修饰。20世纪80年代，研究者们可以利用同源重组的方法来对特定的基因进行靶向修饰，但由于自然重组的过程非常罕见，所以，这种方法效率非常低，只能达到10-6。之后的研究发现，真核细胞的染色体发生双链断裂时，细胞会通过DNA同源重组或者非同源末端连接机制修复双链断裂[1]，在修复过程中会出现高几率的基因缺失、插入和改变。所以，利用各种方法在染色体上的特定位点进行精确切割诱发DNA损伤修复，使得对真核生物进行精确的基因操作成为可能，以此实现特定细胞组织的遗传操作[7]。2011年，人工核酸酶介导的基因组编辑技术被NatureMethods杂志评选为年度最受关注的技术成果。这3种酶包括有3个主要的类型——锌指核酸酶(zincfingernucleases,ZFn)、转录激活因子样效应物核酸酶(transcriptionactivator-likeeffectornucleases,TALEN)，以及归巢核酸内切酶(meganuclease)[5]。本文主要通过这三种物质来介绍基因编辑技术的进展。1基因组定点编辑技术的初现——锌指核酸酶(zincfingernucleases)1.1锌指核酸酶的结构及作用原理锌指(zincfinger,ZF)是一种常见的DNA结合蛋白结构基元，每个锌指可直接特异识别DNA双螺旋中3个连续的核苷酸。人工串联3~6个识别不同靶位点序列的重组锌指结构，能够与靶序列特异性结合[1]。将多个锌指串联形成的ZFP结构域与IIs型限制性内切酶FokI的切割结构域相连接，就可构建成锌指核酸酶(ZFn)，实现对靶序列的切割。增加串连锌指的数目可识别更长的靶序列,同时也就增加了DNA靶向修饰的特异性[8]。由于FokI需要二聚化来切割DNA，所以，设计好的两个互补的ZFn分子同时与靶位点结合，当两个互补的ZFn分子间相距恰当的距离时(6~8bp)，FokI结构域将二聚化并切割DNA，从而可特异性地在基因组特定位点切断DNA形成“双链断裂缺口”。双链断裂可以启动细胞内的DNA损伤修复机制，一方面细胞通过错配率很高的“非同源重组末端连接”机制修复双链断裂，从而在ZFn靶位点造成随机性的小片段丢失或是插入，引起基因的靶向敲除；另一方面，由于双链断裂使得同源重组效率大大提高，如果细胞内同时存在与靶位点同源的DNA片段，则细胞主要通过DNA同源重组的机制修复双链断裂，从而实现靶基因敲除或敲入。1.2ZFn的应用21世纪初期，ZFn技术在基因编辑中逐渐得到广泛的应用。该方法已经在黑腹果蝇、斑马鱼、大鼠、小鼠、拟南芥等模式生物的中成功实现了靶基因的敲除或定点修饰。2005年，Urnov等[8]首次利用ZFn技术对培养的人类细胞进行了基因敲除；2007年，他们又利用ZFn介导的同源重组对人类细胞进行了基因定点插入；随后，人们相继在多种类型的人类细胞中，利用ZFn，采用多种方案实现了多个基因的遗传修饰。ZFn技术介导的基因突变使得一些遗传疾病的治疗成为可能。在艾滋病治疗方面，Sangamo公司的Holmes等尝试使用ZFn技术破坏CD4+T细胞中的内源基因CCR5，可以使HIV病毒失去其重要的受体位点之一，从而抑制病毒的繁殖与传播[7]。目前，Sangamo公司针对CCR5设计的ZFn药物已进入三期临床试验阶段。但是，ZFn在遗传疾病治疗方面的使用还需谨慎，脱靶切割和试剂安全性方面的问题是亟需克服的。1.3ZFn的优势和局限ZFn的出现使得基因打靶效率能够达到30%左右，比被动的同源重组有了质的提升，并且已经可以做到针对某些特定的序列来设计ZFn实现靶基因的修饰，但也有其发展的局限性，ZFn的识别结构域中存在上下文依赖效应，使得ZFn设计和筛选效率大大降低，所以目前尚无法实现对任意一段序列均可设计出满足要求的ZFn，也无法实现在每一个基因或其他功能性染色体区段都能够顺利找到适合的ZFn作用位点，并且在已经成功运用的ZFn的报道中，大多数研究者并不公布其ZF序列[7]。所以，在ZFn的筛选和设计方面还存在较大技术困难，如何构建高特异性的ZFn将成为这个技术未来发展的重点。另外，由于ZFn的脱靶切割会导致细胞毒性，使得其在基因治疗领域的应用出现了一定的局限性。目前，只能通过特异性的启动子在一定范围内调控ZFn的表达时间及表达量以减少脱靶切割，未来如何筛选更合适的启动子或者调控方式来降低脱靶切割是ZFn应用中应当克服的一个难题。2基因编辑技术的发展——TALEN2.1TALEN的结构及作用原理ZFn的发明使得精确的基因组编辑成为可能，但是由于其对DNA序列识别的不规律性使得自身的发展受到局限。2009年，研究者在植物病原体黄单胞菌(Xanthomonas)中发现一种转录激活子样效应因子——TALE[5]，该因子能特异性地结合DNA。利用该特点，科学家们构建出另一种核酸酶TALEN，用于基因编辑。通过TALE识别特异的DNA序列，FokI二聚化产生核酸内切酶活性，与ZFn一样在特异的靶DNA序列上产生双链断裂以实现精确的基因编辑。对目前发现的所有TALE蛋白分析发现，除了第12和13位氨基酸可变外，其他氨基酸都是相同的，这两个可变氨基酸被称为重复序列可变的双氨基酸残基(repeatvariablediresidues,RVD)[9]。TALE特异识别DNA的机制在于每个重复序列的RVD可以特异识别DNA的4种碱基中的1种，目前发现的5种RVD中，组氨酸-天冬氨酸特异识别碱基C；天冬酰胺-异亮氨酸识别碱基A；天冬酰胺-天冬酰胺识别碱基G或A；天冬酰胺-甘氨酸识别碱T；天冬酰胺-丝氨酸可以识别A、T、G、C中的任一种。而通过对天然TALE的研究发现，TALE蛋白框架固定识别碱基T，所以靶序列总是以碱基T开始。因此，理论上可以根据实验目的对DNA结合域的重复序列进行设计，得到特异识别任意靶位点序列的TALE。2.2TALEN的应用TALEN的发明使基因组编辑的效率和可操作性得到了提高，对于目的片段的切割效率达到了近40%。目前，TALEN也像ZFn一样，被应用到了不同种的细胞及生物的基因组编辑中。至今为止，研究者们已经应用TALENs对果蝇、蛔虫、斑马鱼、青蛙、大鼠和猪等模式生物[7]进行了基因组定点编辑[11]。而使用TALEN技术对牛、蟋蟀和家蚕等非模式生物进行内源基因的定点修饰也有报道。在目前的研究中，大多数研究者都使用一对TALENs对目标基因进行敲除，也有一些报道同时使用了两对TALEN对同一条染色体上的两个位点进行敲除，使基因组缺失更大的片段。同样的，也已经有研究者利用TALEN和同源片段的引入实现了在斑马鱼和人的基因组中进行定点插入[10]。在各种遗传疾病的治疗方面，TALEN技术的高精确性使得对这些错误基因的修饰比ZFn更具潜力。Mussolino等利用TALEN和ZFn两个技术对人胚肺293细胞的CCR5及CCR2位点中19bp的靶序列成功进行了定点敲除，且TALEN的脱靶切割几率比ZFn要低得多。Sun等利用设计的一对TALEN和同源性序列成功地对缺陷型β珠蛋白基因进行了更改，使其恢复到正常序列。2.3TALEN的优势和局限相比ZFn技术，TALEN使用了TALE分子代替ZF作为人工核酸酶的识别结构域，极好地解决了ZF对于DNA序列识别特异性低的问题。TALE蛋白与DNA碱基是一一对应的，并且对碱基的识别只由2个氨基酸残基决定，这相对于ZFn的设计要简单得多。但是在构建过程中，TALE分子的模块组装和筛选过程比较繁杂，需要大量的测序工作，对于普通实验室的可操作性较低，而商业化公司构建也需要花费上千美元，使用成本较高；并且，TALEN的蛋白质相对分子质量要比ZFn大得多，过大的蛋白质分子往往会增加分子操作的难度，去除TALEN分子的不必要结构或者缩短识别序列的长度能一定程度地减轻影响，但是却有可能造成识别特异性降低而导致脱靶切割，引起细胞毒性。3基因组编辑技术的新方向——CRISPR/Cas93.1CRISPR/Cas9系统的结构及作用原理TALEN对于靶序列识别的精确性使得该技术在近3年来得以飞速发展，但是其构建复杂，并且较大的相对分子质量在某些情况下使用困难也制约了其应用前景。自2002年以来，CRISPR一直以其奇特的结构与特殊的功能吸引着各国科学家们的共同关注。它的结构非常稳定，长度约25~50bp的重复序列(repeats)被间区序列(spacers)间隔。2005年，Cas系统(CRISPR-associatedsequencessystem,CASs)被发现在原核生物中表现出某种获得性免疫功能[2]，能使宿主获得抵抗噬菌体、质粒等外来DNA入侵的免疫能力。CRISPR/Cas系统的作用机制大体可分为3个不同阶段：在噬菌体侵入的起始阶段，Cas蛋白复合物靶向裂解噬菌体基因组中短的原型间隔序列，这些原型间隔序列整合到宿主基因组中CRISPR位点的5′端；然后这些短的掺入的间隔序列被转录成crRNAs；当宿主再被噬菌体感染时，crRNAs作为模板通过Cas复合物靶向降解噬菌体DNA。CRISPR系统大致分为3类，其中I型及III型CRISPR系统由复杂的Cas复合物介导DNA或RNA的降解，而在产脓链球菌(Streptococcuspyogenes)中发现的II型CRISPR系统组分较为简单，只需要Cas9和两个非编码RNA，3个组分即可介导外源DNA片段的靶向降解，所以目前针对CRISPR/Cas9研究较多。在CRISPR/Cas9系统中，外源的DNA进入细胞内，细菌的RNaseIII催化crRNA的成熟，成熟的crRNA通过碱基配对与tracrRNA结合，形成双链RNA构[3]。这一crRNA:tracrRNA二元复合体指导Cas9蛋白在crRNA引导序列靶标的特定位点剪切双链DNA，在与crRNA引导序列互补的位点，Cas9蛋白的HNH核酸酶结构域剪切互补链，而Cas9RuvCI结构域剪切非互补链。3.2CRISPR/Cas9系统在基因组编辑中的应用利用CRISPR/Cas9系统对DNA分子的靶向切割特性，使其可以被用于