实验动物学

1.人类疾病动物模型：是指生物医学研究过程中所建立起来的具有人类疾病模拟表现的动物实验对象及相关实验材料。2.实验性动物模型：是指研究者通过使用物理的、化学和生物的致病因素作用于动物，造成动物组织、器官或全身一定的损害，出现某些类似人类疾病时的功能、代谢或毒使动物患相应的传染病，又如用化学致癌剂、放射线、致癌病毒诱发动物的肿瘤等。3.实验动物：是指经人工培育，对其携带的微生物实行控制；遗传背景明确或来源清楚的，用于科学研究、教学、生产、检定以及其他科学实验的动物。4.实验用动物：是指所有应用于科学实验的动物，包括实验动物、野生动物、经济动物和观赏动物。5.近交系动物：又叫纯系动物。是采用同胞兄妹或亲子交配，连续繁殖20代以上所培育出来的，遗传上达到高度一致的动物群。6.3R原则：○1Reduction（减少）指在科学研究中，使用较少量的动物获取同样多的试验数据或使用—定数量的地动物能获得更多实验数据的科学方法。○2Replacement（替代）指使用其他方法而不用动物所进行的试验或其他研究课题，以达到某—试验目的。或是使用没有知觉的试验材料代替以往使用神志清醒的活的脊椎动物进行试验的一种科学方法。○3Refinement（优化）指在符合科学原则的基础上，通过改进条件，善待动物，提高动物福利：或完善实验程序和改进实验技术，避免或减轻给动物造成的与实验目的无关的疼痛和紧张不安的科学方法。7.无菌动物：应用现有技术，在体内、外检测不出任何活的微生物和寄生虫的动物。来源于无菌手术剖腹取胎，饲养在无菌隔离器内，人工喂乳或保姆代养培育而成。8.SPF级动物：体内不存在特定病原微生物和寄生虫的动物，简称SPF动物。是指无传染病的健康动物。这种动物都是来自无菌动物或悉生动物，转移到屏障系统中饲养和实验。9.隔离系统：无菌隔离系统是完全密封的，将药品、生物制品控制、并处理成无菌状态。一个完整的操作过程可能需要若干个隔离器组成的系统来完成，从而将整个流程与可能的污染源（如：周围的设备和操作者）彻底分开。10.清洁级动物：又称最低限度疾病动物，体内、外不携带人畜共患的病原体或动物传染病病原的动物，不能带有体外寄生虫和大部分体内寄生虫。11.免疫缺陷动物：指由于先天性遗传突变或用人工方法造成一种或多种免疫系统组成成分缺陷的动物。12.转基因动物：将外源重组基因转染并整合到动物受体细胞基因组中，从而形成在体表达外源基因的动物，称为转基因动物。二、简答1.简述大鼠的给药方法（包括给药途径、常用给药量及其注意事项）？答：○1大鼠灌胃：a.大鼠灌胃是最常见的给药方法之一。大鼠灌胃是在清醒状态下进行的，不需要麻醉。b.大鼠一般灌胃量为1ml/100g体重，因此一般大鼠灌入2ml是可以的。c.大鼠灌胃时，右手持灌胃注射器，左手拇指和食中二指相对，抓住大鼠颈部皮肤，使大鼠的头部和颈部及躯干呈一直线，不需要固定大鼠的尾巴，就可以实施灌胃操作了。○2大鼠腹腔注射：a.腹腔注射是常见的给药方式，尤其是在麻醉时。常见的麻醉方法均是麻醉药物腹腔注射b.大鼠腹腔注射的给药容积一般为5～10ml/kg。c.腹腔注射时右手持注射器，左手的小指和无名指抓住大鼠的尾巴，另外三个手指抓住大鼠的颈部，使大鼠的头部向下。这样腹腔中的器官就会自然倒向胸部，防止注射器刺入时损伤大肠、小肠等器官。进针的动作要轻柔，防止刺伤腹部器官。○3大鼠尾静脉注射：a.首先将大鼠固定，然后在注射前首先要让大鼠的血管充盈。可以采用75%的酒精棉球擦拭的方法或者采用温水浸泡的方法。进针时针头和血管呈30o，针尖斜面朝上，轻轻挑刺入皮肤后针头立即和血管平行，一般情况下一次就可以进入血管，可以将针头刺入血管一大半，轻轻回抽针栓，有明显的回血，则可以推注药液。b.注射结束后，轻轻拔出针头，可以干燥的棉球压一下进针点，防止液体回漏。2.简述小鼠的给药方法（包括给药途径、常用给药量及其注意事项）？答：○1小鼠灌胃：小鼠灌胃方法比较简单需要。需要注意两点：一是要保持小鼠的头部和颈部成一直线，方便灌胃针头进入；二是动作要轻柔，从口角进入，防止损失食道。灌胃容积一般是0.1～0.2ml/10g，最大0.35ml/10g，每只小鼠的灌胃最大容积不超过0.8ml。○2小鼠腹腔注射：a.腹腔注射是常见的给药方式，尤其是在麻醉时。常见的麻醉方法均是麻醉药物腹腔注射。b.腹腔注射时右手持注射器，左手的小指和无名指抓住小鼠的尾巴，另外三个手指抓住小鼠的颈部，使小鼠的头部向下。这样腹腔中的器官就会自然倒向胸部，防止注射器刺入时损伤大肠、小肠等器官。进针的动作要轻柔，防止刺伤腹部器官。c.小鼠腹腔注射的给药容积一般为5～10ml/kg。○3小鼠静脉注射：固定好小鼠，注射前首先要让小鼠的血管充盈。可以采用75%的酒精棉球擦拭的方法或者采用温水浸泡的方法。待血管充盈后，酒精棉球擦拭后就可以进针了。针头和血管呈约30°，针尖斜面朝上，轻轻挑刺入皮肤后针头立即和血管平行，一般情况下一次就可以进入血管。注射量为0.05～0.1ml/10g体重。○4皮下注射给药：将药液推入皮下结缔组织，经毛细血管、淋巴管吸收进入血液循环的过程。作皮下注射常选项背或大腿内侧的皮肤。操作时，常规消毒注射部位皮肤，然后将皮肤提起，注射针头取一钝角角度刺入皮下，把针头轻轻向左右摆动，易摆动则表示已刺入皮下，再轻轻抽吸，如无回血，可缓慢地将药物注入皮下。拔针时左手拇、食指捏住进针部位片刻，以防止药物外漏。注射量约为0.1～0.3ml/10g体重。○5皮内注射给药：将药液注入皮肤的表皮河真皮之间，观察皮肤血管的通透性变化或皮内反应，接种、过敏实验等一般作皮内注射。先将注射部位的被毛剪掉，局部常规消毒，左手拇指和食指按住皮肤使之绷紧，在两指之间，用结核菌素注射器连接4.5针头穿刺，针头进入皮肤浅层，再向上挑起并梢刺入，将药液注入皮内。注射后皮肤出现一白色小皮丘，而皮肤上的毛孔极为明显。注射量为0.1ml/次。○6肌肉注射给药：小鼠体积小，肌肉少，很少采用肌肉注射。当给小鼠注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时，采用肌肉注射。操作时固定小鼠，用左手抓住小鼠的1条后肢，右手拿注射器。将注射器与半腱肌呈90°角迅速插入1/4，注入药液，用药量不超0.1ml/10g体重。3.实验动物和实验用动物的主要区别是什么？答：a.现代生物学实验中，实验动物是指根据实验的需要，有目的，有计划地进行人工饲养，繁殖及科学培育而成，供科学研究、教学，生产，检测等方面使用的实验对象和材料。实验动物必须有明确的生物学特性和清楚的遗传背景，并且是在对其身上的携带的微生物，寄生虫严格控制下培育和驯化出来的。b.有时我们也用些野生动物、家禽、家畜和鱼类进行实验，但由于它们的遗传背景不清楚，或健康状况有差异，对刺激的酸碱度不同等，造成实验结果重复性和可靠性较差，只能称为实验用动物。c.实验用动物不能与实验动物等同，实验动物可包括在实验动物中，但在不是十分严格的情况下，有时二者又互为通用。4.试举3例说明实验动物编号的方法主要有哪些？答：1）颜料涂染：a.涂红色，0.5%中性红或品红溶液。b.涂染黄色，3~5%苦味酸溶液c.黑色，煤焦油的酒精溶液d.涂染咖啡色，2%硝酸银溶液标记时用毛笔或者棉签蘸取上述溶液，在动物体的不同部位涂上斑点，以示不同号码。编号的原则是：先左后右，从上到下。2）烙印法：用刺数钳在动物耳上刺上号码，然后用棉签蘸着溶解在酒精中的黑墨，在刺号上加以涂抹，烙印前最好对烙印部位预先用酒精消毒。3）针刺法：用七号或八号针头蘸取少量碳素墨水，在耳部，前后肢以及尾部等处刺入皮下，在受刺部位留有一黑色标记。该法适用于大小鼠，豚鼠等。在实验动物数量少的情况下，也可适用与家兔，狗等动物。（4）剪趾法剪趾法是将小鼠左右前肢或左右后肢脚趾按不同排列方式代表不同的数字而进行标记的方法。一般习惯从左向右第一趾为1号，第二趾为2号，第三趾为4号，第四趾为7号。若第一、二趾同时剪去为3号；若第一、四趾同时剪去则为8号以此类推右脚表示个位数，左脚表示十位数，可从1号编至99号。若再配合穿耳孔法，左耳表示千位，右耳表示百位数，可编至9999号。（5）剪毛法剪毛法是将动物背部的被毛用剪刀剪去，用于标记，此法编号标记清楚、可靠，便于试验人员观察，常用于大中型动物的编号。（6）穿耳孔法：用动物专用打耳器在动物耳朵的不同部位打一小孔或打成缺口来表示一定号码的方法。打孔原则：左耳代表十位，右耳代表各位，这种方法可标记100只左右的动物。(7)标牌法：用金属制作的标牌固定在实验动物的颈部、耳朵或脚上，将分组编号写在卡片上，挂在动物饲养笼外。方法简单易识别、数量不限。5.小鼠、大鼠的最大安全采血量及最小致死采血量分别是多少？答：最大安全采血量：指一次采血不会引起动物死亡或者严重威胁其健康的采血量上限，通常为血容量的10%~15%，或者体重的1%。最小致死采血量：指一次采血可引起动物死亡的最小采血量，通常为血容量的25%以上。小鼠最大安全采血量为0.2ml最小致死采血量0.3ml；大鼠最大安全采血量为1ml最小致死采血量2ml。6.实验动物麻醉过量时，可以采取什么对策？答：麻醉是动物手术中不可或缺的过程，由于动物的生理状态不同，有时会产生麻醉过量的现象。可采用注射麻醉拮抗剂、兴奋呼吸中枢、人工呼吸法等方法。造成呼吸或循环系统异常情况，此时应根据过量的程度，采用不同的方式进行处理。○1如果动物呼吸极慢而不规则，但血压和心搏仍正常时，可施行人工呼吸，并给予苏醒剂。○2如果动物呼吸停止，血压下降，但仍有心搏时，应迅速施行人工呼吸，同时注射50%的温热葡萄糖溶液，1:10000肾上腺素及苏醒剂。○3如果动物呼吸停止，而且心搏极弱或刚停止时，应用5%CO2和95%的混合气体人工呼吸，进行心脏按摩，注射温热的生理盐水。心搏恢复后，注射50%葡萄糖及苏醒剂。7.家兔消化系统的组成如何？有何结构为家兔独有？答：a.消化系统包括：口腔，咽喉，食道，胃，小肠（十二指肠，空肠，回肠），大肠（盲肠，结肠，直肠），肛门。此外，还有肝脏，脾脏等。消化腺分泌的消化液也参与消化，家兔的小肠很长，约为体长的八倍。b.家兔回肠与盲肠相接处膨大形成一厚壁的圆囊，称圆小囊，这是家兔所独有。8.简述动物术后的注意事项？答：○1保温，全身麻醉后的动物体温降低，注意保暖。○2术后护理，保持呼吸畅通，防窒息，在麻醉恢复期请勿放于高处以防止摔伤；避免与动物近距离接触，以防止其神志不清时误伤实验人员；若动物术后不能眨眼，应适当点眼药水，防止角膜干燥。○3禁食禁水要求，术后应禁食禁水，直至吞咽功能完全恢复，一般至少需2~3个小时。○4防止感染，术后应保持动物伤口干燥，防止水，尿液等污染伤口。尽量避免其舔、咬、抓、挠伤口，影响伤口愈合。○5加强营养，补充蛋白质、维生素和矿物质等营养物质，以促进机体的恢复和伤口的愈合。○6复查，拆线9.实验动物分组中设置空白对照组、假手术组和阳性对照组的意义是什么？答：a.空白对照就是对动物不施加任何处理，正常饲养；或者必要时给予蒸馏水、生理盐水或其它药物的溶剂等。空白对照的设立就是为了突出正常动物与造成疾病的动物之间有何差别。b.用假手术组的目的是为了说明手术本身（严格来讲，手术本身就是一种创伤，也可视为一个干扰因素）不是引起统计学差别产生的原因，如果最后的统计学结果说明正常组和假手术组有差别，那么我们就不能判定干扰组较于正常组产生差别的原因是不是由于你的干扰因素引起的了。c.阳性对照组通常是将模型动物给予一定的确实有效的药物加以处理，看看其治疗效果如何，阳性对照药的目的，就是看在此模型状态下，药物是否对之有效。假如阳性对照药都没有效的话，那可能此模型或者给药方式有问题；而阳性对照药有效，被测试的药物没有效，则说明被测药物不行。另一方面，被测药物与阳性药物对照，可看出孰优孰劣。因此，经此对比，可以突出被测药物的作用。但并不是每一个实验都能找到阳性对照药，也不是每一个实验都需要设置阳性对照组。10.家兔开胸后打开心包胸膜暴露心脏进行实验操作时，不需作人工